Dunkles Mikrobiom und extrem niedrige organische Stoffe im Atacama-Fossiliendelta enthüllen Grenzen für die Erkennung von Leben auf dem Mars

Nature Communications Band 14, Artikelnummer: 808 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Die Identifizierung eindeutiger Lebenszeichen auf dem Mars ist eines der wichtigsten Ziele für die Entsendung von Missionen zum Roten Planeten. Hier berichten wir über Red Stone, ein 163-100 My alluviales Fächer-Fächer-Delta, das sich unter trockenen Bedingungen in der Atacama-Wüste gebildet hat, reich an Hämatit und Tonsteinen, die Tone wie Vermiculit und Smektite enthalten, und daher geologisch dem Mars analog sind. Wir zeigen, dass Red-Stone-Proben eine beträchtliche Anzahl von Mikroorganismen mit einem ungewöhnlich hohen Grad an phylogenetischer Unbestimmtheit aufweisen, was wir als „dunkles Mikrobiom“ bezeichnen, und eine Mischung aus Biosignaturen von vorhandenen und alten Mikroorganismen, die mit State-of-Analyse kaum nachgewiesen werden können -modernste Laborausstattung. Unsere Analysen mit Prüfstandsinstrumenten, die sich auf dem Mars befinden oder dorthin geschickt werden, zeigen, dass die Mineralogie des Roten Steins zwar mit der Mineralogie übereinstimmt, die von bodengestützten Instrumenten auf dem Roten Planeten festgestellt wurde, ähnlich geringe Mengen an organischen Stoffen jedoch nur schwer oder gar nicht nachzuweisen sein werden Der Mars rockt je nach verwendetem Instrument und Technik. Unsere Ergebnisse unterstreichen die Bedeutung der Rücksendung von Proben zur Erde, um abschließend zu klären, ob jemals Leben auf dem Mars existiert hat.

Vergangene, aktuelle und zukünftige Missionen zum Mars werden in erster Linie durch die offene Frage motiviert, ob jemals Leben auf dem Roten Planeten existiert hat1. Landmissionen wie die Mars Exploration Rovers, Phoenix und die aktiven Rover Mars Science Laboratory (MSL) und Mars2020 hatten die Aufgabe, bewohnbare Umgebungen zu identifizieren und zu prüfen, ob es Belege für die Voraussetzungen für das Leben, wie wir es kennen, gibt2,3. Flüssiges Wasser ist eine der Hauptanforderungen, daher sind viele Rover an Orten gelandet, an denen geomorphologische Hinweise auf alte Flüsse und Seen und/oder mineralogische Hinweise auf flüssiges Wasser wie Tonmineralien vorliegen4,5,6. Diese Raumschiffe sind mit verschiedenen Kompositionsinstrumenten ausgestattet, um Mineralien zu identifizieren und nach lebensnotwendigen Rohmolekülen zu suchen. Massenspektrometer auf Viking, Phoenix, MSL, Mars2020 und dem zukünftigen ExoMars-Rover können beispielsweise organische Moleküle und die Bausteine für Leben nachweisen7,8,9,10. Obwohl durch Viking- oder Phoenix-Messungen keine belastbaren Beweise für organische Stoffe in Marsböden gefunden wurden11,12, greifen sowohl die Instrumentensuite „Sample Analysis at Mars“ (SAM) auf MSL als auch das Instrument „Scanning Habitable Environments with Raman and Lumineszenz for Organics and Chemicals“ (SHERLOC) auf Mars2020 hat einfache aliphatische und aromatische organische Moleküle identifiziert (d. h. etwa 450 ppm im Schlammstein der Yellowknife Bay am Gale-Krater13,14).

Die bisherigen Ergebnisse vom Mars deuten darauf hin, dass organische Stoffe auf seiner Oberfläche nicht vorherrschend sind. Hier gehen wir jedoch davon aus, dass die derzeitigen Instrumenteneinschränkungen15 und die Beschaffenheit organischer Stoffe im Marsgestein unsere Fähigkeit, Hinweise auf Leben auf dem Roten Planeten zu finden, ebenfalls behindern könnten. In dieser Arbeit testen wir diese Einschränkungen, indem wir Red Stone, einen einzigartigen Standort in der Atacama-Wüste, der trockensten16,17,18, ältesten Wüste der Erde19,20,21,22,23,24 und einem bekannten Mars, genau untersuchen analoges Modell22.

Red Stone liegt südlich der Stadt Antofagasta in der Quebrada del Boku (Boku-Schlucht) (Abb. 1A, B und Abb. 2), Teil der oberen Way-Gruppe, einer Sedimentabfolge eines alluvialen Fächer-Fächer-Deltas, bestehend aus die Coloso- und Lombriz-Formationen aus der frühen Kreidezeit bis zum späten Jura (Abb. 1C und Abb. 2B)25. Die Way Group stellt zwei unterschiedliche Phasen der Beckenentwicklung dar und zeichnet die vollständige proximale bis distale Delta-Sukzession bis hin zum späteren progressiven Meereseinfall und der Delta-Ablagerung auf26. Die Basis der Lombriz-Formation weist eingelagerte rote Sandsteine und Tonsteine mit reichlich senkrechten Adern und verhärteten Halitkrusten auf (Abb. 1D, E und Abb. 3). Wenn man die Abschnitte weiter oben betrachtet, findet man Einheiten aus zementierten Konglomeraten, eingelagerten Sandsteinen und Tonsteinen, die von verwitterten losen Konglomeraten gekrönt sind (Abb. 1E und Abb. 3).

Ein Red-Stone-Standort in der Atacama-Wüste (digitales Geländemodell86). B Satellitenbild-Zoom in der umliegenden Region (Sentinel 2020-Satellitendaten). C Paläogeographische Rekonstruktion des in B gezeigten Alluvial-/Deltasystems gemäß der gemeldeten Sedimentaufzeichnung der Caleta Coloso-El Way-Formation (modifiziert nach Flint, S. Clemmey, H. & Turner, P. The Lower Cretaceous Way Group of Northern Chile: ein alluviales Fächer-Fächer-Delta-Komplex-Sediment. Geology 46, 1-22 (1986)25,87). Die schwarzen Pfeile in C zeigen die Fließrichtung des alten Flussdeltas, dessen Ursprungspunkt heute unter dem Pazifischen Ozean liegt. Der rote Punkt in A, B und C zeigt die Position des in E gezeigten Aufschlusses. D Die stratigraphische Spalte des untersuchten Aufschlusses ist in Tafel E dargestellt. Rote Pfeile zeigen Probensammelpunkte. E Nahaufnahme des untersuchten Aufschlusses. Von oben nach unten: obere UZ-Zone, U1-Einheit 1, WI-Wand-in-Sensorposition, U2-Einheit 2, WO-Wand-out-Sensorposition, LZ-untere Zone.

Ein Panoramablick auf die inspizierte Baustelle. B Geologische Karte der Caleta Coloso-El Way-Formation (SERNAGEOMIN, 2003. Mapa Geológico de Chile: version digital88). JK1c (hellgrün); Übergangssequenzen aus alluvialen, fluvialen und äolischen Sedimenten. Unterkreide bis Oberjura (Sandstein, Kalkstein, Lutit, Konglomerat, Schluffstein). Ki1m (grün); Meeressedimentsequenzen an der Küste. Unterkreide (Sandstein, Kalkstein, Lehm, Calcarenit). M1c (hellbraun); alluviale Fächersedimentsequenzen. Miozän (Sand, Kies, Schluff, Ignimbrit). J3i (hellviolett); vulkanische kontinentale und marine Jura-Sequenzen (Basalte, Andesit, Tuff, Kalkstein).

A Top verwitterte lose Konglomerate. B Zementierte Konglomerate. C, D Zeigen Sandsteine (s) mit fein geschichteten Tonsteinen (m). Weiße Pfeile weisen auf Halit-/Gipserzgänge hin. E Eine der Evaporit-Adern wurde aufgebrochen, wodurch der Halit/Gips in ihrem Inneren und die dünne Hämatitschicht, die sie bedeckt, freigelegt wurden. F Faserige Halitkruste parallel zur Oberfläche des Aufschlusses, erst sichtbar, nachdem sie freigelegt wurde.

Die sekundäre Mineralansammlung der Sedimentfazies des Roten Steins weist Ähnlichkeiten mit dem alten Mars auf, was auf vergleichbare diagenetische Geschichten schließen lässt. Neben Quarz und Plagioklas bestehen Sandsteine aus Zeolith (Analcim), Calcit, Gips, Halit, Chlorit, Vermiculit, Illit/Muskovit und Hämatit (Abb. S1A). Hämatit ist ein Marker für die oxidative Wasserveränderung auf dem Mars27,28,29 und kommt im Roten Stein in Form gut entwickelter Kristalle und dünner Mineralbeschichtungen vor (Abb. S1B, C), was diesem Standort eine charakteristische rote Farbe verleiht (Abb. 2A). ). Das Vorhandensein von Halit und Gips, kreuzenden weißen Adern und Krusten in den unteren Red-Stone-Sandstein- und Tonstein-Fazies sowie der Halit-Zementierung der oberen Sandstein-Fazies (Abb. 1D, E und Abb. 3) unterstützen trockene Bedingungen während der Ablagerung die Sedimente in diesem Delta (Halit und Gips wurden in alten Marsoberflächen aus der Umlaufbahn und vor Ort identifiziert30,31,32,33). Schichtsilikate kommen in alten Marsoberflächen reichlich vor und werden von Smektit und Chlorit dominiert34. In ähnlicher Weise enthalten Red Stone-Schlammsteine Smektit (Saponit und Montmorillonit) und Chlorit sowie Illit und Vermiculit (Abb. S1A und Abb. S1D). Das Vorhandensein von Chloriten deutet auf diagenetische Bedingungen bei niedrigen Temperaturen (70–90 °C) hin35, ähnlich den Temperaturen, denen Sedimentgesteine im von MSL untersuchten Gale-Krater ausgesetzt sind36. Röntgenbeugungsmuster (XRD) bei unterschiedlicher relativer Luftfeuchtigkeit (RH) zeigen, dass sich die Spitzenposition von Chlorit aufgrund der Ausbreitung des Zwischenschichtabstands leicht verschiebt, was darauf hindeutet, dass Chlorit als Reaktion auf Veränderungen in der Umgebung möglicherweise kleine Mengen Wasserdampf absorbiert relative Luftfeuchtigkeit (RH) (Abb. S2), ein interessanter Befund für die Untersuchung der potenziellen Bewohnbarkeit dieser Art von Ton auf dem Mars. Analcimzement ist zusammen mit den gemeldeten authentischen Tonen, Calcit und Quarz37 typisch für verdunstende Solen in geschlossenen Becken, ähnlich den Seen, die sich vor etwa 3–4 Milliarden Jahren in Einschlagsbecken auf dem Mars bildeten38. Verwitterungsmuster mittels A-CN-K [Al2O3-(CaO + Na2O) – K2O]-Analyse39,40 (Abb. S3A), zusammen mit ACN [Al2O3-(CaO + Na2O)] und A-CNK-FM [Al2O3 – ( Geochemische Analysen (Abb. S3B, C) (CaO + Na2O + K2O) – (FeOT + MgO)] weisen ebenfalls auf eine Diagenese hin, und Variationen im ACN in einigen Proben deuten auch auf andere aktive Prozesse wie Hydrothermalismus hin.

In-situ-Datenlogger mit dualer Temperatur/relativer Luftfeuchtigkeit zeigten, dass die oberen, stärker exponierten lockeren Konglomerate die höchsten RH-Werte aufwiesen (Abb. S4), mit bis zu 85,1 % über Nacht und in den frühen Morgenstunden, was mit der regelmäßigen Nebelbelastung in dieser Region übereinstimmt als Hauptwasserquelle für mikrobielles Leben41.

Red Stone-Proben enthalten höchstens 1 μg DNA pro Gramm Boden, wobei 16 S rRNA Next Generation Sequencing (NGS)-Analysen zeigen, dass die höchste Artenzahl bei den Alphaproteobakterien und den Actinobakterien zu finden ist (Abb. 4A und Tabelle S1). Die höchste Vielfalt an operativen taxonomischen Einheiten (OTUs) wurde in den obersten, verwitterten Konglomeraten gefunden (Abb. 4B), was mit der höchsten Wasserverfügbarkeit vereinbar ist. Eine Korrelation zwischen den höchsten RH-Werten und der mikrobiellen NGS-Diversität bestätigte die hohe Anzahl von OTUs in den obersten Konglomeraten (Abb. S5A) und enthüllte auch eine etwas höhere Anzahl von OTUs in der Zone, in der sich Evaporite befinden, entsprechend ihrer Rolle Mineralien stellen aufgrund der Wasserdampfabsorption als Reaktion auf Änderungen der relativen Luftfeuchtigkeit eine Wasserquelle für mikrobielles Leben dar. OTUs der oberen Zone finden sich auch in der Zone, in der tagsüber die höchsten Oberflächentemperaturen gemessen werden (Abb. S4 und Abb. S5B), was darauf hindeutet, dass solche Arten zumindest thermotolerant sind.

Eine von NGS ermittelte Heatmap der wichtigsten Bakterienstämme. Die Zahlen stellen Prozentsätze der Gesamtsequenzen dar. Die Farbintensität in jedem Kästchen gibt den relativen Prozentsatz jeder Phyla an. B-Reichtums- (S, Balken) und Shannon-Diversitätsindizes (H', Punkte) für die analysierten prokaryotischen Gemeinschaften. C Hierarchische Klassifizierung der von NGS gefundenen Bakteriensequenzen. Graustufenfarben kennzeichnen höhere Hierarchieklassifizierungen.

Ein erheblicher Anteil der NGS 16 S-rRNA-Sequenzen fiel in die Kategorie „nicht klassifiziert“ (8,9 %) (Abb. 4A), während 40,8 % der verbleibenden Sequenzen nicht über höhere Taxa wie die Ordnung oder Domäne hinaus zugeordnet werden konnten (Abb. 4C), was ein ungewöhnlich hohes Maß an phylogenetischer Unbestimmtheit offenbart. Das Konzept der „mikrobiellen dunklen Materie“ wurde kürzlich vorgeschlagen, um sich auf den noch unerforschten Teil der mikrobiellen Vielfalt zu beziehen, der aus nicht charakterisierten Mikroorganismen bekannter Phyla und Kandidatenphyla ohne kultivierte Vertreter besteht42,43,44. Hier schlagen wir stattdessen das neue Konzept des „dunklen Mikrobioms“ vor, das sich auf die Gemeinschaft von Mikroorganismen bezieht, die mit Hochdurchsatzmethoden wie der direkten DNA-Sequenzierung (wie im Fall von Red-Stone-Proben) nachgewiesen werden können, deren phylogenetische Identität aber immer noch nicht vorhanden ist bestimmt. Somit besteht das dunkle Mikrobiom des Red Stone möglicherweise aus wirklich neuartigen Arten, die sonst nirgendwo auf der Erde zu finden sind. Es kann jedoch auch sein, dass ein solches dunkles Mikrobiom tatsächlich die Reliktgemeinschaft mikrobieller Arten darstellt, die früher im Delta des Red Stone lebten in der fernen Vergangenheit, für die in den vorhandenen Sequenzdatenbanken keine Verwandten mehr zu finden sind.

Ein kulturabhängiger Ansatz ermöglichte es uns, nur neunzehn einzigartige Bakterien- und zwei Pilzisolate aus dem gesamten Satz von Red-Stone-Proben zu erhalten (Abb. S6) mit einer extrem geringen Anzahl an koloniebildenden Einheiten (KBE) (1,1 × 101 – 9,0). × 101, Tabelle S2) und fast alle Bakterienarten, die zur Familie der heterotrophen Bacillaceae-Bakterien gehören, in Übereinstimmung mit den NGS-Ergebnissen. Die meisten dieser Arten stimmten eindeutig mit der Mineralogie der Proben überein, aus denen sie isoliert wurden (z. B. Halobacillus wurde in Evaporitproben gefunden), was ihre ökologischen Vorlieben widerspiegelt. Es ist bekannt, dass alle an diesem Standort isolierten Bakterien äolischen Staub nutzen, um sich über die Atacama zu bewegen45, was darauf hindeutet, dass die Küstenregion, in der sich Red Stone befindet, der Hauptursprungspunkt vieler im Landesinneren vorkommender Arten ist.

Die Elementaranalyse ergab einen sehr niedrigen Gesamtgehalt an organischem Kohlenstoff (TOC), der von dieser einzigartigen Ansammlung von Mikroorganismen stammt, mit einem Trockengewicht von maximal 0,11 % und keinem nachweisbaren Stickstoff (Tabelle 1). Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) zeigte, dass der Lipidanteil dieses TOC hauptsächlich aus Kohlenwasserstoffen und Fettsäuren bestand (Abb. 5A). Die Analyse stabiler Kohlenstoffisotope ergab δ13C-Werte von −19,5 bis −26,5‰ (Abb. 5B), wobei die Evaporitproben am stärksten angereichert waren und den höchsten TOC aufwiesen. Für eukaryotische Membranen charakteristische Lipide wie Sterole konnten mit der GC-MS nicht nachgewiesen werden. Das Vorhandensein von Fettsäuren mit einer Methylgruppe an der vorletzten Position der Säurekette (d. h. Iso−17:0) deutet auf bakterielle Einträge hin, bei denen sulfatreduzierende Bakterien einen erheblichen Anteil ausmachen könnten46. Die in Evaporiten im Vergleich zu anderen Proben beobachtete 13C-Anreicherung sowie der Nachweis von einfach ungesättigten Fettsäuren, Isoprenoiden (Pristan und Phytan), Heptadecen und einer Reihe mittelkettiger Monomethylalkane lassen auf einen Ursprung in phototrophen Bakterien wie Cyanobakterien schließen47,48,49 . Da jedoch weder NGS, mikroskopische Analysen (Hellfeld- und Chlorophyll-Autofluoreszenz) noch Kultivierung solche Arten entdeckten, könnten diese Biosignaturen tatsächlich die alten Überreste der phototrophen Mitglieder des dunklen Mikrobioms darstellen, die den Schwemmkegel des Red Stone bewohnten, bevor er versteinert wurde . Diese Hypothese steht auch im Einklang mit der Analyse der Tonsteinproben, die ebenfalls das Vorhandensein einer Reihe von Hopanen von C27 bis C31-Kohlenstoffen ergab (Abb. 5A). Hopane sind die widerspenstigsten molekularen Fossilien von Hopanoiden, steroidähnlichen Lipiden aus der Familie der Isoprenoide, die hauptsächlich von Bakterien produziert werden50, wiederum eine potenzielle Biosignatur der alten Bewohner des Red-Stone-Deltas.

A Lipidgehalt, einschließlich normaler (dh geradkettiger) Alkane, normaler Fettsäuren und einfach ungesättigter Fettsäuren (MUFA), identifiziert durch Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS). Kohlenstoffzahlbereiche sind in Klammern angegeben. B Werte für den gesamten organischen Kohlenstoff (TOC, % dw) und die stabile Kohlenstoffisotopenzusammensetzung (δ13C, ‰) gefunden. C, D und E zeigen die durch Raman-Spektroskopie analysierten Proben, während (F) eine Positivkontrolle zeigt, bei der ein Lipid auf einem amorphen, siliciumdioxidreichen Substrat abgeschieden wurde (Panel F modifiziert mit Genehmigung von Carrizo et al.89).

Das Verhältnis der Summe der n-Fettsäuren zur Summe der n-Alkane kann ein Maß für die Frische der Biomasse in einer bestimmten Umgebung sein. Da sauerstofffunktionelle Gruppen wie Carboxyl dazu neigen, sich mit der Zeit zu zersetzen, während sich resistentere Kohlenwasserstoffe (d. h. Alkane) ansammeln, können relativ hohe n-Fettsäuren/n-Alkane-Verhältnisse als Zeichen einer frischeren Biomasse interpretiert werden51. Proben aus dem oberen Teil der Stratigraphie und Evaporiten zeigten die höchsten Verhältnisse (≥16; Tabelle 1), was darauf hindeutet, dass diese Proben die frischere/neuere Biomasse enthalten, was mit der höchsten durch NGS ermittelten mikrobiellen Diversität und der höchsten Wasserverfügbarkeit in übereinstimmt diese Proben.

Raman-Spektroskopie unter Verwendung einer 532-nm-Quelle, ähnlich der Raman-Quelle auf der SuperCam-Instrumentenreihe des Rovers Mars 2020, bestätigte das Vorhandensein der durch XRD nachgewiesenen Mineralien (Abb. S7), konnte jedoch keine Lipidsignaturen finden (Abb. 5C–F). Dies enthüllt die entscheidende richtige Wahl von Raman-Parametern wie Laserquelle und Punktgröße bei der Erkennung verschiedener Arten organischer Stoffe bei extrem niedrigen Konzentrationen.

Die SYBR Green-DNA-Färbung war für eine einzelne Probe der unteren Zone erfolgreich, wobei einige kokkoide und bazilläre Zellen sichtbar wurden (Abb. S8). Mit der katalysierten Reporter-Depositions-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (CARD-FISH) konnten jedoch in allen Proben extrem geringe Mengen an Bakterien und Archaeen (Abb. S9, S10) nachgewiesen werden, wobei die höchsten Zahlen (nur 6 × 105 Zellen pro Gramm) zu verzeichnen waren Probe), die in den Top-Konglomeratenproben beobachtet wurde, was wiederum damit übereinstimmt, dass diese Proben die höchste Artenvielfalt und Wasserverfügbarkeit aufweisen.

Angesichts der Tatsache, dass mehrere der zur ersten Charakterisierung von Red-Stone-Proben verwendeten Techniken Hinweise auf Leben an der Nachweisgrenze lieferten, war es von Interesse zu untersuchen, was eine Reihe von Prüfstandsinstrumenten auf dem und für den Versand zum Mars in Red-Stone-Proben nachweisen würde Aktuelle und zukünftige Missionen untersuchen speziell ähnliche tonreiche Fächer/Fächerdeltas52,53.

Während Techniken wie DRIFTS (Diffuse Reflectance Infrarot Fourier Transform Spectroscopy), RLS (Raman-Laserspektrometer ExoMars-Simulator) und LIBS (Laser Induced Breakdown Spectroscopy an Bord der Curiosity- und Perseverance-Rover) gut mit der mineralogischen Zusammensetzung des Standorts übereinstimmten (Abb. S11– S13, Tabelle S3 und Tabelle S4) erwies sich der Nachweis organischer Stoffe als deutlich anspruchsvoller.

Der DRIFTS-Nachweis von organischen Stoffen war im NIR-Bereich kaum möglich (Abb. S11A), da stärkere Banden von Vibrationen in Mineralgittern potenzielle Banden von organischen Stoffen verdeckten. Nur ein einzelner Peak bei 1,36 μm in den Spektren der Red-Stone-Probe konnte durch nichtfundamentale Banden organischer Stoffe erklärt werden. Im Gegensatz dazu wurden viele (wenn auch sehr schwache) Banden, die auf organische Stoffe zurückzuführen sind, im Spektralbereich des mittleren Infrarots (MIR) beobachtet (Abb. S11B; Zuordnungen in Tabelle S5).

Bei der SAM-ähnlichen Pyrolyse54 von Red-Stone-Proben wurden eine Reihe verschiedener organischer Stoffe nachgewiesen (Abb. S14), darunter Aromaten, sauerstoffhaltige Aromaten, Chloraromaten und schwefelhaltige Aromaten. Bestimmte organische Stoffe wie geradkettige C12-C35-Alkane in UZ-, U1- und U2-Proben wurden im Vergleich zu den anderen organischen Stoffen in geringer relativer Häufigkeit nachgewiesen (Abb. S14) und anhand ihrer Massenspektren und Retentionszeiten unter Verwendung von C10-C40-Alkanen identifiziert Standard. Die Tatsache, dass Alkane an der Nachweisgrenze des verwendeten kommerziellen Instruments nachgewiesen wurden, deutet darauf hin, dass sie mit dem SAM-Flugmodell möglicherweise nicht nachweisbar sind, dessen Nachweisgrenze im Vergleich zur hier verwendeten kommerziellen Version etwa zehnmal niedriger ist (~ppbv). . SAM-ähnliche Derivatisierungs-Nasschemieexperimente mit MTBSTFA-DMF (siehe Methoden) identifizierten jedoch polare Moleküle und derivatisierte C7-C20-n-Carbonsäuren in allen Proben und enthüllten, dass Prolin die einzige nachgewiesene Aminosäure war (nur in den obersten Konglomeratproben, Abb . S15), was mit dem aktiven Stoffwechsel der Bakterien in dieser speziellen Probe übereinstimmt. Der Nachweis von Dicarbonsäuren und ungesättigten Fettsäuren sowie der Nachweis von C16- und C18-Fettsäuren und Prolin legen nahe, dass diese organischen Stoffe vom SAM-Instrument auf dem Mars nachgewiesen werden könnten. Dies wäre jedoch nur möglich, wenn diese Moleküle reichlich vorhanden sind und instrumentellen Variablen ausgesetzt sind, die bei ihrer Detektion eine zusätzliche Rolle spielen könnten, wie z. B. die Temperaturbeschränkungen des Instruments (Säule, Falle, Übertragungsleitungen usw.) und die Zeit Grenze der Fluganalyse, Desorptionsfähigkeit der Falle(n) usw.

Bei der Analyse von Red-Stone-Proben mittels Blitzpyrolyse mit dem Prüfstandgerät MOMA55 (dem Mars Organic Molecule Analyzer an Bord des Rosalind Franklin ExoMars-Rover) wurden keine organischen Stoffe nachgewiesen (Abb. S16). Als diese Proben jedoch mit MTBSTFA-DMF derivatisiert wurden (direkte Derivatisierung und Extraktion vor der Derivatisierung), wurden einige Peaks identifiziert, jedoch nur in Evaporitproben; aliphatische Carbonsäurespezies, derivatisiert durch Silylierung ihrer labilen Gruppe –OH (Abb. S17). Diese Ergebnisse zeigten nicht nur, dass die meisten Red-Stone-Proben organische Mengen unterhalb der MOMA-Nachweisgrenzen enthielten, sondern auch die entscheidende Bedeutung analoger Feldproben wie Red-Stone für die Validierung der nächsten Generation von Fluginstrumenten.

Red-Stone-Proben wurden auch mit SOLID-LDChip, dem Signs of Life Detector56,57,58, analysiert, einem TRL5-Instrument, das mithilfe des LDChip (Life Detector Chip), einem Multiplex-Fluoreszenz-Sandwich-Immunoassay, nach molekularen Biosignaturen auf anderen Planeten suchen soll. Ähnlich wie bei anderen Testbed-Analysen lagen die SOLID-Nachweise in Red-Stone-Proben knapp über der Nachweisgrenze (Abb. S18), fanden aber immer noch Hinweise auf heterotrophe Bakterien und interessanterweise auf Cyanobakterien, was mit anderen Biosignaturen übereinstimmt, die von den vorhandenen und relikten Mikroorganismen mithilfe anderer Techniken stammen . Der Nachweis antiker Überreste von Cyanobakterien durch SOLID ist von besonderem Interesse, da er bestätigt, dass das Flussdelta des Red Stone vor Millionen von Jahren über genügend Wasser verfügte, um die Photosynthese zu unterstützen, jedoch nicht mehr, da die Atacama mit der Zeit trockener wurde (ähnlich wie im Fall von Mars).

Insgesamt bietet Red Stone eine einzigartige Sammlung geologischer und mikrobiologischer Merkmale und stellt einen außergewöhnlichen analogen Modellstandort zur Untersuchung der Entstehung und der bestehenden und früheren Bewohnbarkeit eines alten alluvialen Fächer-/Fächerdeltas dar, das sich unter trockenen Bedingungen in einer Mars-analogen Umgebung gebildet hat59. Die Analysen von Red-Stone-Proben mithilfe von Rover-Prüfständen zeigen die Relevanz nasschemischer Derivatisierungsexperimente für den Nachweis organischer Stoffe in Massenspektrometern, obwohl diese Technik nicht immer in der Lage war, alle Arten organischer Stoffe zu identifizieren. Darüber hinaus erwies sich der SOLID-Immunoassay-Ansatz als vielversprechende Technik zur Erkennung von Beweisen für mikrobielles Leben und nicht nur für seine Bausteine, obwohl Mars-Mikroorganismen, die in geringeren Konzentrationen als in Red Stone vorhanden sind, möglicherweise immer noch nicht nachweisbar sind. Die begrenzte oder fehlende Erkennung einer Reihe von Biosignaturen der einzigartigen vorhandenen und ausgestorbenen Mikroben in Red-Stone-Proben durch Rover-Prüfstandsinstrumente unterstreicht auch die entscheidende Bedeutung einer Mars-Sample-Return-Mission, damit Proben in Labors gründlich auf Lebenszeichen untersucht werden können auf der Erde60.

Die Hauptfelderkennung und Probenahme des Red-Stone-Aufschlusses erfolgte im August 2019, die anschließenden Probenahmen vor Ort fanden jedoch auch im Februar, Mai, August und Oktober 2021 statt. Nach der Untersuchung der Umgebung wurde die kontinuierlichste Exposition ausgewählt, die genutzt werden sollte der beste Abschnittsquerschnitt der stratigraphischen Aufzeichnung. Wir haben vor und nach dem Sammeln des Materials Referenz- und Nahaufnahmen gemacht, die ausreichten, um unbeeinflusst von der Witterung Proben zu entnehmen, und die nötige Menge für die geochemische Analyse. Die Probenahme wurde methodisch protokolliert, einschließlich Feldbeobachtungen und ihrer Tiefe, mit einem Maßband möglichst senkrecht zur Einstreuebene und in Reißverschlussbeuteln und Glasröhrchen mit Aluminiumfoliendeckeln für Biosignaturanalysen mit entsprechender Kennzeichnung aufbewahrt. Einige fragile Formationen (Beschichtungen und Salzschichten) wurden zusätzlich in Falkenröhren gelagert, um sie später im Labor genau beobachten und analysieren zu können. Wir haben 17 Proben entnommen, die für die verschiedenen Horizonte entlang der stratigraphischen Sequenz repräsentativ sind (einige erforderten, wie bereits erwähnt, zusätzliche spätere Probenahmen), die in Form eines grafischen Protokolldiagramms mit Strater v5 (Golden Software) dargestellt wurden.

Die Pulver-Röntgenbeugung von Massenproben wurde mit einem Bruker D8 Eco Advance mit Cu-Kα-Strahlung und einem Lynxeye XE-T-Lineardetektor durchgeführt. Die Proben wurden zwischen 5° (2θ) und 60° (2θ) mit einer Schrittgröße von 0,05° (2θ) und einer Zählzeit von 1 s gescannt. Die Phasenidentifikation erfolgte durch Vergleich des gemessenen Beugungsmusters mit Mustern der PDF-Datenbank mit der DIFFRAC.EVA-Software (Bruker AXS). Anschließend wurde die Tonfraktion durch Dekantieren nach dem Stokesschen Gesetz gewonnen. Die Bestimmung von Ton umfasste eine Behandlung: Lufttrocknung, Solvatisierung mit Ethylenglykol und Erhitzen auf 350 und 500 °C für 2 Stunden. Anschließend wurden die Proben mit einer Schrittweite von 0,02° (2θ) über den Bereich von 2–30° (2θ) gescannt, wobei bei jedem Schritt eine Erfassungszeit von 1 s eingehalten wurde.

Die ausgerichteten Proben der Gesteinsproben wurden mittels XRD (Ultima IV) analysiert, angeschlossen an ein Feuchtigkeitskontrollgerät im National Institute for Materials Science, Japan. Die Messungen erfolgten mit monochromatischer CuKα-Strahlung bei 40 kV und 30 mA. Die orientierten Proben wurden vor den Messungen 15 Stunden lang in einem Vakuumofen bei 100 °C getrocknet. Die getrockneten Proben wurden in die Probenkammer gelegt. Die XRD-Muster der Proben wurden bei einer relativen Luftfeuchtigkeit von 1 % bis 60 % gemessen.

Um Verwitterungstrends grafisch zu untersuchen, haben wir einige der am häufigsten verwendeten ternären Diagramme eingefügt, die eine grafische Interpretation der proportionalen chemischen Veränderungen ermöglichen. Die ternären Diagramme A-CN-K, ACN und A-CNK-FM, dargestellt mit Grapher v13 (Golden Software).

Temperatur und relative Luftfeuchtigkeit wurden vor Ort mit zwei iButton-Temperatur-/Feuchtigkeits-Mikrologgern (Maxim Integrated, San Jose, CA, USA) wie zuvor18,23 gemessen und so eingestellt, dass sie 2 Monate lang alle 15 Minuten Daten erfassen.

Rote Steinproben wurden bei Raumtemperatur gelagert und dann durch direkte Zählungen im Labor gezählt. Da die Zellvisualisierung weniger effizient ist, wenn Mineralien Zellen durch Adsorption herkömmlicher Farbstoffe maskieren, verwendeten wir SYBR Green I (Molecular Probes, Eugene, USA) anstelle von DAPI (4′,6-Diamidino-2-Phenylindol, Dihydrochlorid). Kurz gesagt wurden 2 g jeder Probe in 10 ml 0,01 M Tetranatriumpyrophosphat suspendiert und in einem Branson-Ultraschallreiniger (Danbury, USA) 30 Minuten lang in eisgekühltem Wasser sanft beschallt. Nach 10 s Sedimentation wurden 2 ml des Überstands entnommen und direkt auf einen schwarzen Isopore-Polycarbonat-Membranfilter (0,2 μm Porengröße, Millipore, Massachusetts, USA) gegeben. Anschließend wurden die Membranen 15 Minuten lang im Dunkeln mit 1,5 ml SYBR Green I (50 μg/L) inkubiert. Anschließend wurden die Membranen mit 10 ml destilliertem Wasser gewaschen und zum Trocknen an der Luft im Dunkeln belassen. Ein Tropfen Immersionsöl wurde auf einen Glasobjektträger aufgetragen, dann wurde der Filter und ein weiterer Tropfen Öl auf die Filteroberfläche aufgetragen und mit einer Glasabdeckung abgedeckt. Die Bakterien wurden sofort mit dem Zeiss AxioImager M.2 Fluoreszenzmikroskop (Carl Zeiss, Jena, Deutschland) und einem Plan-Apo 63x ⁄ 1,4 Zeiss Ölimmersionsobjektiv gezählt. Für die Visualisierung von SBI-gefärbten Bakterien wurde ein Filtersatz für eGFP (Zeiss Filter Set 38; Anregung ⁄ Emission: 450–490 ⁄ 500–550 nm) verwendet. Die Bakterien wurden durch Auswahl zufälliger Sichtfelder gezählt, wobei 20 Felder pro Filter analysiert wurden. Pro Probe wurden fünf Filter gezählt, sodass insgesamt 10 Filter und 200 Felder beobachtet wurden.

Proben für die katalysierte Reporter-Depositions-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (CARD-FISH) wurden mit 4 % Formaldehyd in PBS fixiert und bis zur weiteren Analyse bei 4 °C gelagert. Mikroorganismen wurden durch Ultraschall von Mineralpartikeln gelöst und unter aseptischen Bedingungen in 0,22 mm schwarzen Membranen (Millipore, Deutschland) filtriert, wie in Lit. beschrieben. 61. CARD-FISH-Experimente, Gegenfärbungen und ihre jeweiligen Autofluoreszenz- und unspezifischen Bindungskontrollen wurden wie zuvor ausführlich beschrieben durchgeführt62. CARD-FISH wurde mit EUB338 I-III-Mischsonden63,64 und ARC91565 realisiert. Darüber hinaus wurde CARD-FISH mit NON33866 als zusätzliche Hybridisierungskontrolle realisiert. Die Proben wurden wie bereits berichtet61 visualisiert und abgebildet.

Red-Stone-Proben wurden bei Raumtemperatur gelagert und DNA daraus im Labor mit dem DNeasy PowerSoil Pro Kit (Quiagen, Düsseldorf, Deutschland) gemäß den Anweisungen des Herstellers und wie zuvor durchgeführt18,23,41 extrahiert.

Die DNA-Konzentrationen wurden mit Picogreen quantifiziert. Dann wurden in einer ersten PCR mit Q5® Hot Start High-Fidelity DNA Polymerase (New England Biolabs) in Gegenwart von: einem variablen DNA-Eintrag und einer variablen Anzahl von Zyklen verwendet:

100 nM Primer für die 16 S-Amplifikation (5'-ACACTGACGACATGGTTCTACACCTACGGGNGGCWGCAG-3' und 5'-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCTGACTACHVGGGTATCTAATCC-3', diese Primer amplifizieren die V3-V4-Region von 16 S), 200 nM Primer für die 18 S-Amplifikation (5'-ACACTGACGACATGGTT CTACAGCCAGCAVCYGCGGTAAY- 3' und 5'-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCTCCGTCAATTHCTTYAART-3'), 200 nM Primer für die Archaea-Amplifikation (5'-ACACTGACGACATGGTTCTACACGGRAAACTGGGGATAAT-3' und 5'-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCTTRTTACCGCGGCGGCTGBCA-3'), 200 nM Primer im Fall von ITS (5'- ACACTGACGACATGGTTCTACATCCTCCGCTTATTGATATGC- 3'- und 5'-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCTGTGAATCATCGAATCTTTGAA-3') und 200 nM Primer für Cyanobakterien (5'-ACACTGACGACATGGTTCTACAGGGGAATYTTCCGCAATGGG-3' als Forward und 5'-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCTGACTACTGGGGTATCTAATCCCATT-3' oder 5'-TACGGTAGCAGAG ACTTGGTCTGACTACAGGGGTATCTAATCCCTTT-3' als Reverse). Nach der ersten PCR wurde eine zweite PCR mit 12 oder 14 Zyklen mit Q5® Hot Start High-Fidelity DNA Polymerase (New England Biolabs) in Gegenwart von 400 nM Primern (5'-AATGATACGGCGACCACCGAGATCTACACTGACGACATGGTTCTACA-3' und 5'-) durchgeführt. CAAGCAGAAGACGGCATACGAGAT-[10 Nukleotide Barcode]-TACGGTAGCAGAGACTTGGTCT-3') der Access Array Barcode Library for Illumina Sequencers (Fluidigm).

Die schließlich erhaltenen Amplikons wurden mit Bioanalyzer validiert und quantifiziert, und ein äquimolekularer Pool wurde durch Agarosa-Gelelektrophorese gereinigt und durch quantitative PCR unter Verwendung des „Kapa-SYBR FAST qPCR-Kits für LightCycler480“ und eines Referenzstandards zur Quantifizierung titriert. Der Amplikon-Pool wurde denaturiert, bevor er in einer Durchflusszelle mit einer Dichte von 10 pM ausgesät wurde, wo Cluster gebildet und mit einem „MiSeq Reagent Kit v3“ in einem 2 × 300-Paar-End-Sequenzierungslauf auf einem MiSeq-Sequenzierer sequenziert wurden. Wir stellen hier fest, dass keine Archaeen- oder eukaryotischen Sequenzen (mit Ausnahme einiger bekannter Pilzkontaminanten) gefunden wurden, weshalb im Hauptbericht nur 16 S-Daten dargestellt werden. Alle Rohsequenzdaten wurden im NCBI Sequence Read Archive (SRA, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sra) unter der Zugangsnummer PRJNA908755 hinterlegt.

Rohsequenzen wurden in der MOTHUR-Software v.1.43.067 unter Verwendung eines benutzerdefinierten Skripts verarbeitet, das auf MiSeq SOP68 basiert und zuvor verwendet wurde69,70,71,72,73. Der mikrobielle OTU-Reichtum (S) und der Shannon-Diversitätsindex (H') wurden mit der R-Sprache für statistische Berechnungen (R Core Team, 2019) unter Verwendung des „veganen“ Pakets v.2.5-674 berechnet. Zur besseren Visualisierung der Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft wurde mit der STAMP-Software v.2.1.375 eine Heatmap erstellt.

Im Labor wurden die Proben bei Raumtemperatur gelagert und dann aseptisch in Petrischalen mit Agar und entweder Luria-Bertani-Bouillon (Sigma-Aldrich, Missouri, USA), Marine Media oder modifiziertem Czapek-Dox-Wachstumsmedium (CondaLab, Torrejón de Ardoz, Spanien). Dazu wurden insgesamt 100 mg pro Bodenprobe direkt in die Petrischalen mit den oben genannten Medien gestreut und diese Platten bei 25 °C inkubiert. In den meisten Fällen waren aus Bodenpartikeln entstandene Kolonien zwei Wochen nach der Inokulation erkennbar. Alle Kolonien wurden dann in den Medien, in denen sie zuerst isoliert wurden, erneut kultiviert, um genügend Biomasse für die anschließende DNA-Extraktion und Lagerung zu erhalten.

Die Proben wurden bei Raumtemperatur gelagert und die DNA daraus im Labor mit dem DNeasy UltraClean Microbial Kit (Quiagen, Düsseldorf, Deutschland) gemäß den Anweisungen des Herstellers und wie zuvor durchgeführt18,21,41 extrahiert.

Wie zuvor durchgeführt18,21,41, wurden 16 S-rRNA-Gene von Bakterienisolaten im Labor mit dem GoTaq Green Master Mix (Promega, Wisconsin, USA) und den Primern 341 f (5′CCT ACG GGNGGC WGC AG3′) und 785r amplifiziert (5′GAC TAC HVGGG TAT CTA ATC C′). Die verwendeten PCR-Bedingungen waren: 95 °C für 5 Minuten und 25 Zyklen (95 °C für 40 Sekunden, 55 °C für 2 Minuten, 72 °C für 1 Minute), gefolgt von 72 °C für 7 Minuten. 18 S rRNA von Pilzisolaten wurden im Labor mit dem GoTaq Green Master Mix (Promega, Wisconsin, USA) und den Primern F566 (5'CAG CAG CCG CGG TAA TTCC3′) und R1200 (5'CCC GTG TTG AGT CAA ATT) amplifiziert AAG C3'). Die verwendeten PCR-Bedingungen waren: 95 °C für 15 Minuten und 35 Zyklen (95 °C für 45 Sekunden, 60 °C für 45 Sekunden, 72 °C für 1 Minute), gefolgt von 72 °C für 10 Minuten. Die resultierenden Reaktionen wurden in einem 2 %igen Agarose-TAE-Gel bei 50 V sichtbar gemacht. Die automatisierte Sequenzierung der resultierenden PCR-Produkte wurde von Macrogen DNA Sequencing Inc. (Seoul, Korea) durchgeführt. Die Qualität der Sequenzen wurde mit der BioEdit-Software (Ibis Therapeutics, Carlsbad, USA) überprüft und vor der Verwendung der Megablast-Option für sehr ähnliche Sequenzen des BLASTN-Algorithmus anhand der nichtredundanten Datenbank des National Center for Biotechnology Information (www.ncbi.nlm) am Ende beschnitten. nih.gov), um nach der nächstgelegenen Art jedes der erhaltenen Isolate zu suchen.

Die phylogenetische Analyse von 16 S-rRNA- und 18 S-rRNA-Isolat-Gensequenzen wurde durch Abgleichen der Sequenzen durch Mehrfachsequenzvergleich mittels Log-Expectation durchgeführt, analysiert mit jModelTest und dann mit Phylip NJ (Bootstrap 10.000), alles Tools der frei verfügbaren phylogenetischen Analysesoftware von Bosque (Version 1.7.152)134. Alle isolierten Gensequenzen wurden in der genetischen Sequenzdatenbank des NIH (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/) sowohl für 16 S-rRNA-Sequenzen (OP955639 bis OP955657) als auch für 18 S-rRNA-Sequenzen (OP954719 und OP962462) hinterlegt ).

Lyophilisierte Teilproben von Böden (10 bis 20 g) wurden mit internen Standards von n-Alkanen (Tetracosan-D50) und n-Alkansäuren (Myristinsäure-D27) versetzt und dann mit einer Mischung aus Dichlormethan und Methanol (DCM:/) extrahiert. MeOH, 3:1, v/v) durch Ultraschallbeschallung (3 × 10-Minuten-Zyklen). Der Gesamtlipidextrakt (TLE) wurde mittels Rotationsverdampfung auf ~0,5 ml konzentriert und dann über Nacht bei Raumtemperatur in einer Mischung aus methanolischem Kalium (6 % w/w) verdaut und weiter in neutrale und saure Fraktionen aufgetrennt. Die neutrale Lipidfraktion wurde durch dreimaliges Extrahieren der methanolischen Kaliummischung mit 30 ml n-Hexan (Hx), Rotationsverdampfung und Rückgewinnung mit ~1 ml Hx:DCM (9:1, Vol./Vol.) erhalten. Die saure Lipidfraktion wurde durch Zugabe von HCl zur verbleibenden methanolischen Kaliummischung und Extraktion mit 30 ml Hx (dreimal) erhalten, dann wurde sie mittels Rotationsverdampfung konzentriert und mit DCM gesammelt. Die weitere Trennung der neutralen Fraktion in unpolare (Kohlenwasserstoffe) und polare Unterfraktionen erfolgte durch Eluieren der konzentrierten neutralen Fraktion (~1 ml Hx:DCM) auf einer Aluminiumoxidsäule unter Verwendung von ~0,5 g Al2O3-Pulver in einem vorverbrannten Pasteur Pipettieren Sie mit 4,5 ml Hx:DCM (9:1, v/v) bzw. 3 ml DCM:Methanol (1:1, v/v). Sowohl unpolare als auch saure Fraktionen wurden durch Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS), durch direkte Injektion auf Hx, ersteres, oder durch Injektion nach Derivatisierung mit BF3 in MeOH zur Bildung von Fettsäuremethylestern (FAME) analysiert. Die GC-MS-Analyse wurde unter Verwendung eines 6850 GC-Systems durchgeführt, das an einen 5975 VL MSD mit einem dreiachsigen Detektor (Agilent Technologies) gekoppelt war, der mit Elektronenionisation bei 70 eV und einem Scan von m/z 50 bis 650 arbeitete. 1 µl Analyt wurde injiziert und getrennt auf einer HP-5MS-Säule (30 m x 0,25 mm Innendurchmesser x 0,25 µm Filmdicke) mit He als Trägergas bei einem konstanten Fluss von 1,1 ml·m−1. Zur Analyse der unpolaren Fraktion wurde die Ofentemperatur so programmiert, dass sie schrittweise von 50 °C auf 130 °C bei 20 °C·min−1 und dann auf 300 °C bei 6 °C·min−1 ansteigt (20 Minuten gehalten). ). Zur Analyse des sauren Anteils wurde die Ofentemperatur von 70 °C auf 130 °C bei 20 °C·min−1 und dann auf 300 °C bei 10 °C·min−1 programmiert (10 Minuten gehalten). Die Injektortemperatur wurde auf 290 °C eingestellt, die Transferleitung auf 300 °C und die MS-Quelle auf 240 °C. Die Identifizierung der Verbindungen basierte auf dem Vergleich von Massenspektren mit Referenzmaterialien und deren Quantifizierung mithilfe externer Kalibrierungskurven von n-Alkanen (C10 bis C40) und Fettsäuremethylestern (FAME; C8 bis C24). Alle Chemikalien und Standards wurden von Sigma Aldrich (San Luis, Missouri, USA) geliefert. Die Wiederfindung der internen Standards betrug durchschnittlich 71 ± 14 %.

Die stabile Isotopenzusammensetzung des organischen Kohlenstoffs (δ13C) wurde an großen Bodenproben mithilfe der Isotopenverhältnis-Massenspektrometrie (IRMS) nach der USGS-Methode76 gemessen. Kurz gesagt, alle Proben wurden durch Mahlen mit Mörser und Stößel homogenisiert. Anschließend wurden sie mit HCl (3 N) dekarbonisiert (Böden) und nach 24-stündiger Äquilibrierung mit hochreinem Wasser auf einen neutralen pH-Wert eingestellt. Die Proben wurden in einem Ofen (50 °C) bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Die Verhältnisse von δ13C und δ15N wurden in einem MAT 253 IRMS (Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA) gemessen und in der standardmäßigen Promille-Notation (‰) angegeben. Es wurden drei zertifizierte Standards (USGS41, IAEA-600 und USGS40) mit einer analytischen Präzision von 0,1 ‰ verwendet. Der Gesamtgehalt an organischem Kohlenstoff (TOC %) wurde mit einem Elementaranalysator (HT Flash, Thermo Fisher Scientific, Waltham Massachusetts, USA) während der Messung der stabilen Isotope gemessen.

Raman-Spektren wurden unter Anregung der Probe mit einem nicht polarisierten Nd:YAG-Festkörperlaser mit einer Wellenlänge von 532 nm durchgeführt. Nach der Fokussierung auf einen Monochromator (Horiba Jobin Yvon HRi550) mit einem Beugungsgitter von 1200 Rillen/mm wurde das Streulicht mit einem ladungsgekoppelten Gerät (CCD) mit 1024 x 256 Pixeln erfasst, das zur Reduzierung des thermischen Rauschens auf 203 K gekühlt wurde . Das Spektrometer ist über Glasfaser mit einem B&W Tek-Mikroskop mit einem 50-fach-Objektiv verbunden, das eine Punktgröße auf der Probe von 42 µm ermöglicht (Microbeam SA, Spanien). Die spektrale Auflösung beträgt bei einer Spaltbreite von 200 µm besser als 5 cm-1. Raman-Spektren wurden in einem Laserleistungsbereich von 20–150 mW, 10–100 s Integrationszeiten und 3 Akkumulationen aufgenommen.

Die Infrarotcharakterisierung von Red-Stone-Proben wurde am INAF-Astrophysikalischen Observatorium von Arcetri (Florenz, Italien) mit einem Einzelstrahl-Doppelpendelinterferometer VERTEX 70 v (Bruker) durchgeführt, das zum Tragen mit einem Praying MantisTM Diffuse Reflection Accessories (Harrick DRIFT) ausgestattet war führen wir die Analyse der diffusen Reflexions-Infrarot-Fourier-Transformationsspektroskopie (DRIFTS) durch. Konkret haben wir Reflexionsspektren im Spektralbereich von 400–8000 cm−1 mit einer Auflösung von 4 cm−1, einer Globar-Quelle, einem KBr-Strahlteiler, einem DTGS-Detektor und im Spektralbereich von 8000–20000 cm−1 aufgenommen. mit einer Auflösung von 8 cm−1, einer Wolframquelle, einem CaF2-Strahlteiler und einem InGaAs-Detektor, um den gesamten Spektralbereich abzudecken, der für Raumfahrtinstrumente wie SuperCam relevant ist (Spektralbereich 1,3–2,6 μm + 0,4–0,85 μm) an Bord der NASA-Rovermission Mars 2020, Ma_MISS (Spektralbereich 0,5–2,3 μm), ISEM (Spektralbereich 1,1–3,3 μm) und MicrOmega (Spektralbereich 0,95–3,65 μm + 0,5–0,9 μm) an Bord des ESA-Roscosmos ExoMars 2022 Rovers Mission.

Red-Stone-Proben wurden auf einem Achatmörser zerkleinert und mit einem Siebsatz unterschiedlicher Porengröße gesiebt, um Partikelgrößen von höchstens 250 μ FT zu erhalten. Raman wurde mit einem Bruker RFS 100-Gerät mit einer Anregungsquelle von 1064 durchgeführt nm und einem Fleck von 100 Mikrometern. Zwei Spektren von zwei verschiedenen Punkten wurden mit insgesamt 1024 Scans pro Spektra erfasst. Mikro-Raman-Analysen bei 633 nm. Zu diesem Zweck wurden eine Anregungsquelle von 633 nm und ein NIKON-Mikroskop als Fokussierungs-/Sammeloptik verwendet, wodurch je nach Objektiv variable Punktgrößen der Analysen bis hin zu 25-Mikrometer-Punkten erzielt wurden. Hochleistungsspektroskopie wurde mit einem Holospec 1.8i und einem Raman-Kopf von Kaiser Optical Systems durchgeführt. Für bedienergeführte Analysen wurden vier verschiedene Spektren für Hauptkomponenten analysiert, wobei der Schwerpunkt auf einzelnen Körnern lag. Für den RLS-Simulator wurde die automatische Erfassung von insgesamt einhundert 50-Mikrometer-Punkten mit einem automatisierten System erfasst, das in Lit. beschrieben ist. 77.

Mit dem Labornachbau des ChemCam-Instruments wurden fünf Beobachtungen mit jeweils 30 Laserschüssen an den Proben durchgeführt. Die Proben befanden sich 1,6 Meter vom Instrument entfernt in einer Kammer, die von 7 Torr CO2 umgeben war, um die Marsatmosphäre zu imitieren. LIBS-Daten wurden mit den in78 beschriebenen Methoden vorverarbeitet, um Nicht-Laser-Hintergrund und -Kontinuum zu entfernen und die Wellenlänge zu kalibrieren. TRLS-Beobachtungen (zeitaufgelöste Lumineszenzspektroskopie) wurden mit einer Labornachbildung des SuperCam-Instruments durchgeführt.

Flugähnliche Pyrolyseexperimente wurden mit einem Multi-Shot-Pyrolysegerät Frontier Laboratories 3030D der Firma Quantum Analytics durchgeführt. Die Proben wurden pulverisiert und Aliquots (~20 mg) in den Pyrolysebecher aus Edelstahl gegeben. Die Proben wurden mit 35 °C/min von 40 auf 850 °C erhitzt, was die Geschwindigkeit der Pyrolyserampe reproduzierte, die beim Sample Analysis at Mars Instrument (SAM) an Bord des Curiosity Rovers79 verwendet wurde. Experimente zur Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) wurden an einem Trace 1310 GC durchgeführt, der an ein ISQ-Quadrupol-Massenspektrometer (beide von der Firma Thermo Fisher) gekoppelt war. Der GC war mit einer Restek-Kapillar-MXT-5-Säule (30 m lang x 0,25 mm Innendurchmesser, verbunden mit einer 0,25 µm dicken stationären Phase) ausgestattet, die der im SAM verwendeten ähnelte und die Analyse und Trennung einer Vielzahl von Molekülen (~C5) ermöglichte -C30). Der GC-Anstieg wurde zunächst auf 35 °C erhitzt und 5 Minuten lang gehalten, gefolgt von einem Anstieg von 5 °C/Minute auf 300 °C, der 2 Minuten lang gehalten wurde. Das Trägergas war Helium und wurde auf 1,2 ml/min eingestellt. Die Proben wurden im Splitless-Modus analysiert und die Temperaturen des Injektors, der Transferleitung und der Ionenquelle wurden alle auf 300 °C eingestellt. Das MS war darauf eingestellt, Massenbereiche zwischen m/z 40 und 535 amu zu scannen. Während der Dauer der Pyrolyse wurden die flüchtigen Stoffe am Säuleneinlass durch eine gläserne Flüssigstickstoff-Kühlfalle eingefangen, die sich im GC-Ofen direkt hinter dem GC-Injektor befand. Am Ende der Pyrolyse wird die Kühlfalle gestoppt und aufgeheizt, sodass die GC-Analyse beginnen kann. Zwischen jeder einfachen Analyse wurden Leerwerte durchgeführt, um mögliche Kontaminationen zu verhindern und zu kontrollieren. MTBSTFA-DMF ist eines der beiden nasschemischen Reagenzien, die auf dem SAM-Instrument54 vorhanden sind. Die MTBSTFA-Derivatisierung ist eine nicht-selektive Silylierungstechnik, die die Extraktion und den Nachweis polarer Moleküle (z. B. Aminosäuren, Fettsäuren) erleichtert, die nicht direkt durch Pyrolyse-GCMS analysiert werden können, und hat sich nachweislich auf dem Mars zum Nachweis polarer Moleküle bewährt80. Die SAM-Derivatisierungsexperimente wurden im Labor nachgeahmt, indem etwa 20 mg feste Probe in den Pyrolysebecher gegeben wurden, der wiederum in ein offenes 2-ml-Fläschchen gegeben wurde. Die Proben wurden mit 40 nmol DL-Fluorovalin versetzt, das als interner Standard verwendet wurde, um die Derivatisierungseffizienz nach der Analyse zu kontrollieren. Anschließend wurden die Proben etwa 48 Stunden lang bei 40 °C getrocknet, um Störungen des MTBSTFA-Reagenzes mit dem an der Probe adsorbierten Wasser zu begrenzen. Vor der Pyrolyseanalyse wurden 20 µL MTBSTFA-DMF in den Probenbecher gegeben und nach dem Verschließen des Fläschchens 15 Minuten lang auf 75 °C erhitzt. Um den ersten SAM-Erwärmungsschritt nachzuahmen, wurde diese Temperatur außerdem zuvor optimiert und hat sich als die effizienteste für die Derivatisierung standardmäßiger polarer Moleküle erwiesen. Nach dem Erhitzen wurde der Becher schnell in den Pyrolysator geladen, um die Verdunstung des MTBSTFA-Lösungsmittels zu minimieren. Anschließend wurde die Probe unter SAM-ähnlichen Bedingungen mit einer SAM-Heizrate von 35 °C/min von 75 °C auf 850 °C erhitzt. Die Chromatographiesäule wurde zunächst auf 40 °C erhitzt (keine Haltezeit), gefolgt von einem ersten Temperaturanstieg von 10 °C/min bis zu einer Temperatur von 80 °C, gefolgt von einem zweiten Temperaturanstieg von 5 °C/min bis zu einer Endtemperatur 5 Minuten lang bei 310 °C gehalten, um die Säule vor der nächsten Analyse auszuheizen. Für das Pyrolyseexperiment wurde Helium als Trägergas verwendet und auf eine Durchflussrate von 1,2 ml·min−1 mit einem geteilten Durchfluss von 75 ml/min eingestellt, um die Sättigung der Reagenzien zu begrenzen. Die MS-Ionenquelle und die Übertragungsleitung wurden beide auf 300 °C eingestellt und die von der 70-eV-Elektronenionisationsquelle erzeugten Ionen wurden mit Masse-Ladungs-Verhältnissen (m/z) zwischen 40 und 535 und einer Scanzeit von 0,2 s gescannt von 9 Minuten (Lösungsmittelverzögerung) bis zum Ende des Laufs.

Pyrolyse: Alle instrumentellen Verfahren wurden mit einem Multi-Shot-Pyrolysator 3030D von Frontier Laboratories (FrontierLab) durchgeführt, der auf dem Split/Splitless-Injektor eines Trace Ultra-Gaschromatographen montiert war und an ein ISQ-Quadrupol-Massenspektrometer (Thermo Fisher) gekoppelt war.

20 mg jeder Probe wurden in einen organisch gereinigten Stahlbecher eingewogen (Mikroskalengenauigkeit: 0,01 mg) und oben auf den Pyrolysator (kalt) gestellt. Der Becher wurde dann in den auf 400 °C oder 600 °C erhitzten Ofen des Pyrolysegeräts abgesenkt und blieb 30 Sekunden lang bei dieser Temperatur. Der gasförmige Inhalt der Probe wurde zur chromatographischen Trennung direkt auf eine MOMA-ähnliche MXT-5-Säule (20 m lang; 0,25 mm Innendurchmesser; 0,25 μm stationäre Phasendicke) (Restek) übertragen. Der Injektor wurde auf 250 °C eingestellt und das GC-Temperaturprogramm startete bei 40 °C, gefolgt von einem Anstieg von 10 °C. min−1, um eine Endtemperatur von 300 °C zu erreichen, und blieb 10 Minuten lang bei 300 °C. Beim Massenspektrometer wurden die Temperatur der Ionenquelle und der Übertragungsleitung auf 300 °C erhitzt und der Elektronenstrahl der Ionenquelle auf 70 eV eingestellt, um das Ionenmasse-Ladungs-Verhältnis (m/z) von 10 bis 600 zu scannen.

Derivatisierung: Alle Proben wurden mit einem in der MOMA-Instrumentensuite enthaltenen Silylierungsreagenz, N,N-Methyl-tert-butyl-dimethylsilyltrifluoracetamid (MTBSTFA), derivatisiert. N,N-Dimethylformamid (DMF) wurde MTBSTFA (1:4) als Lösungsmittel und zur Förderung der Derivatisierungsreaktion zugesetzt81. Es wurden zwei Derivatisierungsmethoden durchgeführt: eine direkte Derivatisierungsmethode und eine Extraktion vor der Derivatisierung.

Direkte Derivatisierung; 50 mg jeder Probe wurden in ein Glasfläschchen überführt (Mikroskalengenauigkeit: 0,01 mg). 100 μL Derivatisierungsreagenz und 1 μL interner Standard (Methyllaurat bei 10–2 M in Ethylacetat) wurden hinzugefügt. Anschließend wurde die Lösung 15 Minuten lang auf 75 °C erhitzt. 0,5 μl des Überstands wurden manuell in das GCMS-Gerät injiziert.

Extraktionsmethode; Da beim Pyrolyseexperiment festgestellt wurde, dass die in den Proben vorhandenen organischen Stoffe entweder nicht vorhanden waren oder nur in sehr geringer Menge vorhanden waren, führten wir vor der Derivatisierung eine Extraktion durch, um den organischen Gehalt zu konzentrieren. 50 mg der Probe wurden in ein Glasfläschchen überführt (Mikroskalengenauigkeit: 0,01 mg). Der Probe wurden 250 μl einer (1:1) Lösung aus Wasser und Methanol zugesetzt, um wasserlösliche Verbindungen wie Aminosäuren sowie andere organische Stoffe zu extrahieren, die in organischen Lösungsmitteln wie Fettsäuren eine höhere Löslichkeit aufweisen. Die Schraubverschlüsse wurden zusätzlich mit Parafilm versiegelt, um ein Austreten von Wasser zu verhindern, und die Fläschchen wurden für 2 Stunden in ein Ultraschallbad (Branson 2200) gelegt. Anschließend wurde die flüssige Lösung in ein Eppendorf-Röhrchen überführt und zur Phasentrennung zentrifugiert. Das Rohr wurde unter einem Stickstoffstrom auf 75 °C erhitzt, bis die flüssige Phase verdampft war. 50 μL Derivatisierungsmittel und 1 μL interner Standard (wie zuvor) wurden hinzugefügt. Die Probe wurde 15 Minuten lang auf 75 °C erhitzt und 0,5 μl des Überstands wurden manuell mit einer Mikrospritze in den GC injiziert. Das mögliche Vorhandensein chemischer Verunreinigungen aus den Eppendorf-Röhrchen durch Erhitzen wurde durch Kontroll-GC-MS beurteilt und es wurde keine Kontamination festgestellt. Für jede Probe wurden für beide Methoden zwei Replikate erstellt, um die Wiederholbarkeit unserer Experimente sicherzustellen. Alle instrumentellen Verfahren wurden auf einem Trace 1300-Gaschromatographen durchgeführt, der an ein TSQ 9000-Triple-Quadrupol-Massenspektrometer gekoppelt war. Wir verwendeten eine Standard-RTX-5-Säule (30 m lang; 0,25 mm Innendurchmesser; 0,25 μm stationäre Phasendicke) von Restek. Das Temperaturprogramm und die Massenspektrometerparameter waren die gleichen wie bei den Pyrolyseexperimenten.

Ein 200 Antikörper-Microarray-basierter Immunsensor (LDChip oder Life Detector Chip), das Herzstück des für die Planetenerkundung entwickelten SOLID-Instruments (Signs of Life Detector), zielt auf eine große Vielfalt und Molekülgröße mikrobieller Biomarker ab, hauptsächlich Polymere82,83,84 . Die IgG-Fraktion polyklonaler Antikörper wurde in dreifacher Punktmuster-Mikroanordnung auf Objektträger aus Mikroskopglas gedruckt, sodass wie zuvor beschrieben 9 vollständige LDChips pro Objektträger eingesetzt werden können85. Die vollständige Liste der Antikörper auf LDChip finden Sie in Lit. 86. Feste gemahlene Proben wurden nach einem ähnlichen Verfahren verarbeitet wie das automatische, mit dem SOLID-Instrument parfümierte. Kurz gesagt, 0,5 g wurden in 2 ml Tris-gepufferter Lyse-/Inkubationssalzlösung mit doppelt verstärktem Twin20-Puffer (TBSTRR) (0,4 MTris-ClH, pH 8, 0,3 M NaCl, 0,1 % Tween 20) resuspendiert und 3 × 1 Minute lang mit Ultraschall behandelt gepulst und durch 20 Mikrometer gefiltert, um grobe Partikel zu entfernen86. Anschließend wurden 50 µL jedes Rohextrakts 8 Stunden lang bei 4 °C mit LDChip in jeder entsprechenden Kammer des MultiArray Analysis Module (MAAM)71 inkubiert, das die SOLID Sample Analysis Unit (SPU) simuliert. Die leere Kontrolle enthielt nur Puffer. Nach dem Abwaschen mit TBSTRR-Puffer wurden alle Kammern mit 50 µL einer Mischung aus fluoreszenzmarkierten Antikörpern (jeweils 0,5–1 µg/ml) 12 Stunden lang bei 4 °C als Tracer für die Immunreaktionen inkubiert. Nach dem Abwaschen und Trocknen wurden die Chips auf Fluoreszenz gescannt, das Bild verarbeitet, quantifiziert und analysiert, wie an anderer Stelle beschrieben85,86.

Daten- und Materialverfügbarkeit: Alle Daten und Proben sind auf Anfrage bei AAB frei verfügbar. Alle NGS-Rohsequenzdaten wurden im NCBI Sequence Read Archive (SRA, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sra) unter der Zugangsnummer PRJNA908755 hinterlegt. Alle isolierten Gensequenzen wurden in der genetischen Sequenzdatenbank des NIH (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/) sowohl für 16 S-rRNA-Sequenzen (OP955639 bis OP955657) als auch für 18 S-rRNA-Sequenzen (OP954719 und OP962462) hinterlegt ). Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt.

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Die zu diesen Ergebnissen führende Forschung ist ein Beitrag des Projekts „MarsFirstWater“, finanziert vom Europäischen Forschungsrat, Consolidator Grant Nr. 818602 an AGF und vom Human Frontiers Science Program Grant Nr. RGY0066/2018 an AA-B. Zusätzliche Mittel wurden bereitgestellt durch den MINECO-Zuschuss PID2019-107442RB-C32 (OP-B. und AM), Zuschüsse für wissenschaftliche Forschung der Japan Society for Promotion of Science, Zuschussnummern 17H06458 und 21H04515 (KF), Zuschussnummern 17H06456 , 17H06458, 20H00195 und 21H04515 (KF und YS), Consejería de Educación e Investigación, Comunidad Autónoma de Madrid/Programm des Europäischen Sozialfonds (MAFM), Fördernr. ESP2017-87690-C3-3-R (DC), Ramón y Cajal-Stipendium Nr. RYC2018-023943-I (LS-G.), AEI-Stipendium MDM-2017-0737 und MCIN/AEI-Stipendium PID2019-107442RB-C32 (VM-I.), MCIU/AEI (Spanien) und FEDER (UE). ) Zuschuss Nr. PGC2018-094076-B-I00 (JW und CA), Vereinbarung 2017-48-H.0 der italienischen Raumfahrtbehörde (TF, JRB und GP), Zuschuss des spanischen Wissenschaftsministeriums PID2019-107442RB-C31 (JAM). , MV, GLR, AA und FR), María Zambrano‘ Exzellenzstipendienprogramm (CA3/RSUE/2021-00405), finanziert vom spanischen Ministerium für Universitäten (MFM), NASA Mars Exploration Program-Verträge NNH13ZDA018O, NNH15AZ24I, NNH13ZDA018O und LANL Laboratory Directed Research and Development (LDRD) finanziert XX5V (AMO, RCW, AR und SMC), NASA-GSFC-Stipendium NNX17AJ68G (MM und SSJ), NES konzentriert sich auf die Probenanalyse auf dem Mars der Mars Science Laboratory-Mission und den Mars Organic Molecules Analyzer von die Mission Exomars 2022 (OM, CS und CF) und gewährt RTI2018-094368-B-I00 und MDM-2017-0737 Unidad de Excelencia „Maria de Maeztu“ – Centro de Astrobiología (INTA-CSIC) vom spanischen Ministerium für Wissenschaft und Innovation/Staatliche Agentur für Forschung MCIN/AEI/ 10.13039/501100011033 und von „EFRE A way of making Europe“ (CE, MGV, MM-P. und VP). RCW dankt Dot Delapp für die Vorverarbeitung der LIBS-Daten. Die Autoren danken außerdem dem USGS Earth Explorer für die Bereitstellung der Satellitendaten von Sentinel 2020.

Astrobiology Center (CAB) (CSIC-INTA), 28850, Madrid, Spanien

Armando Azua-Bustos, Alberto G. Fairén, Olga Prieto-Ballesteros, Daniel Carrizo, Laura Sánchez-García, Victor Parro, Cristina Escudero, Victoria Muñoz-Iglesias, Maite Fernández-Sampedro, Antonio Molina, Miriam García Villadangos und Mercedes Moreno-Paz

Institut für Biomedizinische Wissenschaften, Fakultät für Gesundheitswissenschaften, Autonome Universität Chile, Santiago, Chile

Armando Azua-Bustos

Abteilung für Astronomie, Cornell University, Ithaca, 14853, NY, USA

Alberto G. Fairén

Fakultät für Naturwissenschaften, Universität Tarapacá, Arica, Chile

Carlos González-Silva

Abteilung für Ökologie, Universidad Autónoma de Madrid, 28049, Madrid, Spanien

Miguel Ángel Fernández-Martínez

Nationalmuseum für Naturwissenschaften (CSIC), 28006, Madrid, Spanien

Jacek Wierzchos & Carmen Ascaso

INAF-Astrophysikalisches Observatorium von Arcetri, Florenz, Italien

Teresa Fornaro, John Robert Brucato, Giovanni Poggiali und Ophélie McIntosh

Universität Valladolid, Valladolid, Spanien

Jose Antonio Manrique, Marco Veneranda, Guillermo López-Reyes, Aurelio Sanz-Arranz und Fernando Rull

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José Antonio Manrique

Purdue University, Erd-, Atmosphären- und Planetenwissenschaften, West Lafayette, USA

Ann M. Ollila, Roger C. Wiens und Samuel M. Clegg

Southwest Sciences, Inc. 1570 Pacheco St. Ste. E11, Santa Fe, NM, 87505, USA

Adriana Reyes-Newell

Abteilung für Biologie, Georgetown University, Washington, DC, 20057, USA

Maëva Millan & Sarah Stewart Johnson

NASA Goddard Space Flight Center, Solar System Exploration Division, Greenbelt, MD, 20771, USA

Maëva Millan

LATMOS/IPSL, UVSQ Universität Paris-Saclay, Universität Sorbonne, CNRS, 11 Bd d’Alembert, 78280, Guyancourt, Frankreich

Maëva Millan

Programm für Wissenschaft, Technologie und internationale Angelegenheiten, Georgetown University, Washington, DC, 20057, USA

Sarah Stewart Johnson, Ophélie McIntosh, Cyril Szopa und Caroline Freissinet

Earth-Life Science Institute (ELSI), Tokyo Institute of Technology, Tokio, Japan

Yasuhito Sekine

Institut für Natur- und Umwelttechnologie, Universität Kanazawa, Kanazawa, Japan

Yasuhito Sekine & Keisuke Fukushi

Abteilung für natürliche Systeme, Universität Kanazawa, Kanazawa, Japan

Koki Morida & Kosuke Inoue

Nationales Institut für Materialwissenschaft, Tsukuba, Japan

Hiroshi Sakuma

Abteilung für Astromaterialforschung und Explorationswissenschaft, NASA Johnson Space Center, Houston, TX, USA

Elizabeth Rampe

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Konzeptualisierung: AA-B., AGF, CG-S. Methodik: AA-B., AGF-Untersuchung: AA-B., CG-S., OP-B., DC, LS-G., VP, MAF-M., CE, VM-I., MF-S. , AM, MGV, MM-P., JW, CA, TF, JRB, GP, JAM, MV, GL-R., AS-A., FR, AMO, RCW, AR-N., SMC, MM, SSJ , OM, CS, CF, YS, KF, KM, KI, HS Visualisierung: AA-B., AGF, CGS, OPB, DC, LS-G., VP, MAF-M., CE, VM-I., MF-S., AM, MGV, MM-P., JW, CA, TF, JRB, GP, JAM, MV, GL-R., AS-A., FR, AMO, RCW, AR-N., SMC , MM, SSJ, OM, CS, CF, YS, KF, KM, KI, HS, ER Validierung: AA-B., AGF, CG-S., OP-B., DC, LS-G., VP, MAF-M., CE, VM-I., MF-S., AM, MGV, MM-P., JW, CA, TF, JRB, GP, JAM, MV, GL-R., AS-A., FR, AMO, RCW, AR-N., SMC, MM, SSJ, OM, CS, CF, YS, KF, KM, KI, HS, ER Aufsicht: AGF. Schreiben-Originalentwurf: AA-B. Schreiben – Überprüfung und Bearbeitung: AA-B., AGF, C.GS., OP-B., DC, LS-G., VP, MAF-M., CE, VM-I., MF-S., AM , MGV, MM-P., JW, CA, TF, JRB, GP, JAM, MV, GL-R., AS-A., FR, AMO, RCW, AR-N., SMC, MM, SSJ, OM , CS, CF, YS, KF, KM, KI, HS, ER

Korrespondenz mit Armando Azua-Bustos.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature Communications dankt Hamidah Idris, Carol Stoker und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Azua-Bustos, A., Fairén, AG, González-Silva, C. et al. Dunkles Mikrobiom und extrem niedrige organische Stoffe im Atacama-Fossiliendelta enthüllen Grenzen für die Erkennung von Leben auf dem Mars. Nat Commun 14, 808 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-36172-1

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Eingegangen: 28. Juni 2022

Angenommen: 17. Januar 2023

Veröffentlicht: 21. Februar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-36172-1

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